Paris, 7 septembre 2012

Observer en temps réel la réparation d'une seule molécule d'ADN
L'ADN est sans cesse endommagé par des agents environnementaux tels que les rayons ultra-violets ou certaines molécules de la fumée de cigarette. Sans arrêt, les cellules mettent en œuvre des mécanismes de réparation de cet ADN d'une efficacité redoutable. Une équipe de l'Institut Jacques Monod (CNRS/Université Paris Diderot), en collaboration avec des chercheurs des universités de Bristol en Angleterre et Rockefeller aux Etats-Unis, est parvenue à suivre en direct, pour la première fois, les étapes initiales de l'un de ces systèmes de réparation de l'ADN encore peu connu. Grâce à une technique inédite appliquée à une molécule unique d'ADN sur un modèle bactérien, les chercheurs ont compris comment plusieurs acteurs interagissent pour réparer l'ADN avec une grande fiabilité. Publiés dans Nature le 9 septembre 2012, leurs travaux visent à mieux comprendre l'apparition de cancers et comment ils deviennent résistants aux chimiothérapies.
Les rayons ultra-violets, la fumée de tabac ou encore les benzopyrènes contenus dans la viande trop cuite provoquent des altérations au niveau de l'ADN de nos cellules qui peuvent conduire à l'apparition de cancers. Ces agents environnementaux détériorent la structure même de l'ADN, entraînant notamment des dégâts dits « encombrants » (comme la formation de ponts chimiques entre les bases de l'ADN). Pour identifier et réparer ce type de dégâts, la cellule dispose de plusieurs systèmes, comme la « réparation transcriptionellement-couplée » (ou TCR pour Transcription-coupled repair system) dont le mécanisme d'action complexe reste encore aujourd'hui peu connu. Des anomalies dans ce mécanisme TCR, qui permet une surveillance permanente du génome, sont à l'origine de certaines maladies héréditaires comme le Xeroderma pigmentosum qui touche les « enfants de la Lune », hypersensibles aux rayons ultra-violets du Soleil.

Pour la première fois, une équipe de l'Institut Jacques Monod (CNRS/Université Paris Diderot), en collaboration avec des chercheurs des universités de Bristol en Angleterre et Rockefeller aux Etats-Unis, a réussi à observer les étapes initiales du mécanisme de réparation TCR sur un modèle bactérien. Pour y parvenir, les chercheurs ont employé une technique inédite de nanomanipulation de molécule individuelle(1) qui leur a permis de détecter et suivre en temps réel les interactions entre les molécules en jeu sur une seule molécule d'ADN endommagée. Ils ont élucidé les interactions entre les différents acteurs dans les premières étapes de ce processus TCR. Une première protéine, l'ARN polymérase(2), parcourt normalement l'ADN sans encombre mais se trouve bloquée lorsqu'elle rencontre un dégât encombrant, (tel un train immobilisé sur les rails par une chute de pierres). Une deuxième protéine, Mfd, se fixe à l'ARN polymérase bloquée et la chasse du rail endommagé afin de pouvoir ensuite y diriger les autres protéines de réparation nécessaires à la réparation du dégât. Les mesures de vitesses de réaction ont permis de constater que Mfd agit particulièrement lentement sur l'ARN polymérase : elle fait bouger la polymérase en une vingtaine de secondes. De plus, Mfd déplace bien l'ARN polymérase bloquée mais  reste elle-même ensuite associée à l'ADN pendant des temps longs (de l'ordre de cinq minutes), lui permettant de coordonner l'arrivée d'autres protéines de réparation au site lésé.

Si les chercheurs ont expliqué comment ce système parvient à une fiabilité de presque 100%, une meilleure compréhension de ces processus de réparation est par ailleurs essentielle pour savoir comment apparaissent les cancers et comment ils deviennent résistants aux chimiothérapies.

Notes :
(1) Dans ces expériences de nanomanipulation, l'ADN endommagé est greffé à une surface de verre d'un côté et une microbille magnétique de l'autre. La bille permet d'étendre l'ADN perpendiculairement à la surface et de mesurer son extension bout-à-bout par vidéomicroscopie. La fixation à l'ADN de diverses protéines, ainsi que leur action, est identifiable par la modification que la protéine génère dans la structure ou conformation de l'ADN. Cette technique permet une analyse structurelle et cinétique extrêmement fine de réactions biochimiques in vitro.
(2) L'ARN polymérase est responsable de la lecture de l'ADN d'un gène et sa réécriture sous forme d'ARN, processus connu sous le nom de « transcription ».Il s'avère que l'ARN polymérase ne transcrit pas seulement les gènes, mais également l'ADN entre les gènes (jusqu'à récemment surnommé ADN « poubelle »), permettant par exemple à l'ARN polymérase d'effectuer son contrôle-qualité par TCR sur le génome entier d'un organisme.

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Paris, 16 mai 2012

Une nouvelle approche de microscopie optique ouvre la voie à de meilleures observations en biologie moléculaire
Des équipes de chercheurs de l'Institut Pasteur et du CNRS viennent de mettre au point, en combinant deux méthodes récentes d'imagerie, une nouvelle approche de microscopie optique permettant de visualiser des assemblages moléculaires avec une résolution environ 10 fois meilleure que les microscopes traditionnels, tout en respectant leur fonction biologique. Grâce à cette approche, ils ont pu observer, pour la première fois dans une cellule par voie optique, le virus du sida et sa capside (contenant le génome du VIH) à une résolution de 30 nanomètres. L'approche développée représente une avancée majeure, ouvrant la voie à des analyses moins invasives et plus précises de micro-organismes pathogènes présents dans des cellules hôtes humaines vivantes. Cette étude est en ligne sur le site de la revue PNAS.
Depuis toujours, il est nécessaire pour les chercheurs de pouvoir visualiser les virus qu'ils étudient dans l'environnement de leur cellule cible, afin de définir les interactions hôte-pathogène contribuant à l'infection. La microscopie optique, qui utilise des molécules fluorescentes (comme les protéines GFP ou des anticorps couplés à des fluorophores synthétiques) permet de mettre en avant les différentes structures d'une cellule, dont les protéines. Cependant, cette méthode est limitée par son faible pouvoir de résolution, ne pouvant distinguer des structures cellulaires et moléculaires qu'à une échelle de 200 à 300 nanomètres (nm). La plupart des virus étant de taille inférieure, il est nécessaire de recourir à des techniques d'imagerie plus précises, afin de définir leur structure interne.

Une étude coordonnée par le Dr Christophe Zimmer(1) (Institut Pasteur/CNRS), en collaboration avec le Dr Nathalie Arhel(2) au sein du laboratoire du Pr Pierre Charneau(3) (Institut Pasteur/CNRS), révèle que l'association de deux techniques récentes d'imagerie permet d'obtenir des images uniques d'assemblages moléculaires de la capside du VIH-1, avec une résolution environ 10 fois meilleure que les microscopes optiques traditionnels. Cette approche, qui utilise la microscopie super-résolutive PALM et le marquage FlAsH, n'affecte pas la capacité du virus à se répliquer. Elle représente une avancée majeure pour la recherche en biologie moléculaire, permettant de visualiser des complexes microbiens à une échelle de 30 nm dans les cellules sans perturber leur fonction.

L'approche développée combine la microscopie super-résolutive PALM et le marquage FlAsH. La microscopie PALM se fonde sur la prise de milliers de clichés en basse résolution, dont chacun ne montre que quelques molécules fluorescentes. Les positions de ces molécules sont ensuite calculées et assemblées par ordinateur afin d'obtenir une seule image en haute résolution. Le marquage FlAsH, quant à lui, implique la fusion d'un peptide de 6 acides aminés à la protéine étudiée, auquel se lie le fluorophore FlAsH. Cette liaison génère de la fluorescence, permettant ainsi la visualisation de cette protéine. C'est la première fois qu'une équipe de chercheurs regroupe ces deux méthodes afin d'obtenir des images en haute-définition d'une structure moléculaire aussi bien dans des cellules fixées que dans des cellules vivantes.

Grâce à cette nouvelle approche, les chercheurs ont pu visualiser la morphologie du virus du sida à une échelle de 30 nm et localiser sa capside dans des cellules humaines. Les capsides sont des structures coniques qui contiennent le génome du VIH. Ces structures doivent se défaire pour permettre au génome du VIH de s'intégrer dans celui de la cellule hôte. Cependant, la chronologie de ce désassemblage a longtemps été débattue. Selon une hypothèse dominante, la capside se désassemblerait immédiatement après infection de la cellule et ne jouerait donc qu'un rôle marginal dans le voyage intracellulaire du virus vers le noyau. Les résultats obtenus par les chercheurs de l'Institut Pasteur et du CNRS indiquent, au contraire, que de nombreuses capsides restent intactes jusqu'à l'entrée du VIH dans le noyau des cellules, confirmant et renforçant de précédentes études en microscopie électronique. Ainsi, les capsides pourraient jouer un rôle plus important que communément admis dans le cycle réplicatif du virus.

Le développement de cette nouvelle approche de microscopie optique par les chercheurs de l'Institut Pasteur et du CNRS offre des perspectives uniques pour la biologie moléculaire. En effet, cette nouvelle technique d'imagerie pourrait devenir un outil important dans l'analyse de nombreux complexes microbiens et de leurs interactions avec des cellules hôtes à l'échelle moléculaire. Cette technique non-invasive permet d'observer des protéines sans détruire, ni altérer, leur fonction biologique. Par ailleurs, elle pourrait, à terme, rendre possible l'analyse de micro-organismes à des résolutions de l'ordre du nanomètre, permettant ainsi de passer de la microscopie à la « nanoscopie ». La prochaine étape sera, par conséquent, le partage de cette approche avec la communauté scientifique, son développement et son application à l'étude d'autres micro-organismes pathogènes.

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LE  COLTAN

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 Le syndrôme du membre fantôme

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